¿Cuál es el método de producción del polvo de celulosa?

1 D-Allulose Overview (en inglés)

LunD Allulose es un azúcar hexosuny un C-3 epimer de d-fructosa. Debido unsu alto dulzor, bajo contenido de energía, funciones fisiológicasúnicasy potenciales beneficios parunla salud, la d-allulosa se considera un nuevo edulcorcelgran potenciAl.Se ha convertido en un punto caliente de investigación en el campo de la biosíntesis de azúcares raros en todo el mundo. Sin embargo, la d-allulosa es extremadamente rara en la naturaleza y difícil de sintetizar químicamente. El método biosintético, por otro lado, tiene un procedimiento sencillo y ha hecho grandes avances en los últimos años. Por lo tanto, el autor revisa el reciente progreso de la investigación en la biosíntesis de d-allulosa, incluyendo las propiedades fisicoquímicas, funciones fisiológicas, aplicaciones, metabolismo in vivo, y producción enzimde d-allulosa, cubriendo las fuentes, propiedades enzimáticas, estructuras cristal, mecanismos catalíticos, expresión heteróloga, y procesos de separación y purificación de las enzimas clave involucradas.

1.1 propiedades fisicoquímicas y fuentes de d-celulosa

La d-allulosa es un azúcar de seis carbonosCelun punto de fusión de 96 °C, soluble en agua, y una densidad de 1,35 g/cm3[1]. La dulzura de la d-allulosa es 70% la de la sacarosa [2]. La d-allulosa es un azúcar reducy puede participar en reacciones de oscurecimiento durante el tratamiento térmico. El valor calorde de la d-allulosa se midió para ser 0.029 kJ/g en un experimento celratas, que es el 0,3% de la energía de la sacarosa, lo que indica que la d-allulosa tiene casi cero energía [3-4]. La d-allulosa es muy rara en la naturaleza, y las fuentes vegetales selextremadamente raras [5]. También se han encontrado pequeñas cantidades de allulosa en algunas bacterias [6], y la d-allulosa no se encuentra en animales. La allulose no se ha encontrado en animales. Sin embargo, la d-allulosa también se encuentra en varios alimentos, como los jugos de frutas que han sido sometidos a un tratamiento de calentamiento a largo plazo, y el contenido de d-allulosa en varios alimentos está estrechamente relacionado con la concentración de azúcar, la temperatura y el tiempo de calentamiento durante el proceso de producción [2,7].

1.2 funciones fisiológicas y metabolismo de la d-celulosa en el cuerpo

elFunciones fisiológicas de la d-allulosaReducir la absorción de d-fructosa y D-glucosa en la dieta [8-9]; Aumentar la resistencia a la insulina [7,10-11]; Actividad anti-obesidad [12-14]; Y bajando los lípidos sanguíneos [15]. Estudios sobre la ruta metabólica de la d-allulosa en ratas han demostrado que: 1) el transporte de d-allulosa en el intestino es mediada por el transportador de glucosa 5, y tiene una menor afinidad por la d-fructosa [16-18]; 2) la D-allulose no está involucrada en el metabolismo relacionado con la glucosa [19]; 3) la d-allulosa no puede ser metabolizada en hígados de animales, y por lo tanto no puede promover la producción de energía del hígado [20]. Aproximadamente el 98% de la d-allulosa se excreta del cuerpo en forma de orina y heces después de la administración oral o intravenosa, y sólo una pequeña cantidad de d-allulosa se descompone en ácidos grasos de cadena corta por la acción de microorganismos en el ciego [21].

1.3 aplicaciones de la d-celulosa

La d-allulosa fue aprobada como un producto generalmente considerado como seguro (GRAS) por la FDunde los Estados Unidos en 2011 y está permitido como ingrediente alimenticio y suplemento dietético [4,7]. Los estudios han demostrado que la ingesta máxima de d-allulosa es de 0,55 g por kg de peso corporal por día, y que no causará diarrea en los seres humanos dentro de este rango [8-9].

La d-allulosa tiene un amplio potencial de mercado en la industria alimentaria debido a su bajo contenido calórico, alto dulzor y fuertes propiedades reductoras. Por ejemplo, la d-allulosa puede mejorar ampliamente las propiedades de la proteína de clara de huevo a través de la reacción de Maillard, tales como una excelente fuerza de gel, estabilidad emulsificante, propiedades espumantes y actividad antioxidante [22-23]. La d-allulosa también puede mejorar la calidad de los productos lácteos fermentados, regulando el fuerte sabor amargo del yogur causado por la sobrefermentación, pero no afecta la actividad probiótica de la cepa de fermentación y los beneficios para la salud probióque imparte al producto ferment[21]. Además, el uso de d-allulosa al 25% en la panificación, en combinación con otros aditivos, puede producir pasteles sin azúcar [24].

La d-allulosa también tiene un amplio potencial de aplicación en otros campos. Por ejemplo, los materiales a base de plantas hechos de D-allulose pueden ser utilizados como películas de transmisión de luz permanentes, impermeables y respetucon el medio ambiente para dispositivos ópticos y pantallas de cristal líquido [25]. La d-allulosa es también el primer repelde insectos a base de azúcar en ser descubierto, y tiene algunos efectos positivos en la inhibición del crecimiento de parásitos [26-27]. La d-allulosa es también un precursor de otras hexosis y juega un papel muy importante en la producción de D-allose [28-29]y D-allitol [30] juega un papel muy importante.

2. Método enzimático biológico

El método de síntesis química de la d-allulosa tiene desventajas comunes que son difíciles de superar, como las dificultades en el aislamiento, muchos subproductos, y la generación de residuos químicos. Por lo tanto, el método ecológico y ecológico de producción de enzimas biológicas ha recibido gradualmente una amplia atención en todo el mundo.

2.1.1 fuente de enzimas de la familia de las dteasas

La familia de la d-tagatosis 3-epimerasa (dteasas) es una enzima que cataliza la isomeride de los monosacáridos de ceto en la posición C3 y es también la enzima principal para la producción de azúcares raros [32]. La familia de enzimas dteasa incluye: D-tagatose 3-epimerasa (dteasas) [33], D-allulose 3 -epimerasa (DAEase) [35], cetosa 3-epimerasa [36], todas las cuales tienen la propiedad común de catalizar la conversión de d-fructosa a d-allosa.

El gen que codifica la dteasa ha sido aislado secuencialmente de Clostridiumcellulolyticum H10[37], Ruminococcus sp.[38], Clostridium scindens[34] y Desmospora sp.[35], pero todavía es necesario explorar más fuentes y dteasa más eficiente [32,37,39-40] para la producción industrial de d-allulosa.

2.1.2 propiedades enzimáticas de la dteasa

Entre la familia de enzimas dteasa, la d-allulosa-3-epimerasa (dteasa) tiene la mayor eficiencia en catalizar la reacción de d-fructosa a d-allulosa. La eficiencia catalítica (Kcat/Km) de las daeasas de C. cellulolyticum y A. tumefaciens es 186,4 y 205 L/(mmol·min), respectivamente, que es mayor que la de dteasa (D-tagatose 3-epimerasa) de Clostridium sp. (141,4 L/(mmol·min)) y Ruminococcus sp. (51 L/(mmol·min)) [34,37-38], ver tabla 1.

Los iones metálicos se fijan al unirse a la d-fructosa y juegan un papel crucial en la conversión de d-fructosa a d-allulosa. Los residuos Asp183 e His209 se unen efectivamente al sustra través de los iones metálicos. La familia de enzimas dteasa tiene grados significativamente diferentes de dependencia de los iones metálicos Mn2+, Co2+ y Mg2+ [41,44-45]. Sin embargo, la actividad enzimde DAEase de C. cellulolyticum y dteasa de C. scindens es estrictamente dependiente de los iones metálicos Mn2+ y Co2+[35,37].

2.1.3 estructura cristalina de la dteasa

Entre la familia de enzimas dteasa, las daeasas de A. tumefaciens y C. cellulolyticum exhila forma más cercana de tetrámero. En el tetrámero de DAEase, 34 enlaces de hidrógeno se forman entre los residuos de aminoácidos en las dos subunidades. La alta actividad catalítica de DAEase se atribuye a la amplia zona interfacial accesible al disolvente, que es causada por extensas interacciones entre los dos dímeros de la dteasa de la enzima de la familia [42]. Además, el DAEase expresado por cepas recombinantes todavía exhibe excelentes propiedades enzim. La expresión heterde DAEase de C. cellulolyticum H10 tiene una vida media más larga, parámetros cinéticos más altos y una mayor estabilidad térmica [37].

El arreglo cuaternario de DAEase es una unidad asimétrica que consiste en cuatro subunidades idénticas A, B, C y D. El sitio activo contiene cuatro residuos del ion metálico, coordinación octaédrica de dos moléculas de agua. Estas cuatro subunidades son dímeros relacionados por simetría cristalina, en la que las subunidades A y D interactúan entre sí, ambas en estrecho contacto con las subunidades B y C. el sitio activo de DAEase está expuesto en el mismo lado frontal del dímero. Estos dímeros estables proporcionan una excelente superficie accesible para la Unión de sustren el lado frontal del dímero [16].

El sursurhidrofóbico del sitio activo y la superficie accesible se encuentran entre las subunidades A y B. El lado de la subunidad de DAEase está cerrado y expuesto en ambos extremos de la estructura del cañón. En el tetrámero de DAEase, los dos dímeros están encerrados en los lados de la estructura del barril. Cada monómero (subunidades A, B, C y D) está compuesto por 8 unidades de repetición de estructuras (− / −). Cada monómero está compuesto de 13 héy 8 pli, formando la estructura principal del monómero [16].

2.1.4 mecanismo catalítico de la dteasa

La acción catalítica de la familia de enzimas dteasa depende de la disposición molecular de las subunidades. Sus sitios activos se localizan en el sustrpara lograr reacciones enzimeficientes. Mn2+ y dos moléculas de agua y cuatro aminoácidos (Glu, Asp, His y Glu) forman una coordinación octaédrica, y estos cuatro residuos de aminoácidos se conservan completamente en todas las cetosa 3-epimerasas. Seis residuos (Glul50/Glul52, Aspl83 / Aspl85, His209 / His211, Glu244 / Glu246, Glul56/ Glu158, His185/His188) de DAEase en A. tumefaciens y dteasa en P. cichorii son importantes para la Unión al sustry la estabilidad térmica en la mutagenesis dirigida al sitio.

Después de que el sustrreemplla la molécula de agua, el sitio activo sufre una diastereoisomerización. Dos residuos, Glu50 y Glu244, en colaboración con Mn2+, eliminan el protón en C3 de la d-fructosa para formar el intermediario cis-diol de la d-allulosa, y la d-allulosa se libera desde la posición entre el enlace de hidrógeno y la molécula de agua en el sitio activo de DAEase.

Actualmente se están llevando a cabo modificaciones moleculares en enzimas de la familia de las dteasas para mejorar su actividad catalítica y estabilidad térmica. Se utilizó mutagenesis dirigida al sitio para mejorar la estabilidad térmica y el comportamiento catalítico de la l-rinosa isomerasa de caldicellulosiruptu obsidiansis en la producción de D-allulose. Los residuos hidrofóbicos en el bucle − 1- − 1 fueron completamente reemplazcon aminoácidos polares. En comparación con la enzima de tipo natural, las actividades relativas de los mutantes V48N/G59N/I63N y V48N/G59N/I63N/F335S tienen actividades relativas que son 105,6% y 134,1% más altas, respectivamente, que las de la enzima de tipo natural [57]. La mutagenesis dirigida al sitio también mejoró la estabilidad térmica de la d-allulosa-3-epimerasa (DAEase) de Dorea sp. [50].

La investigación sobre el mecanismo catalítico de las enzimas de la familia dteasa está todavía en su infancia, y la relación entre la estructura enzimática y la función catalítica requiere un estudio más profundo. Además, la estabilidad térmica y la especificidad del sustrde dteasa todavía tienen algunas deficiencias. En la producción de azúcares raros, la especificidad del sustrde de las enzimas de la familia de las dteasas debe ser utilizada para lograr la producción eficiente y verde de azúcares raros funcionales.

2.1.5 expresión heteróloga de la dteasa

La mayoría de las enzimas de la familia de las dteasas han sido identificadas y aisladas de bacterias, y el número de enzimas expresadas en cepas naturales está lejos de cumplir con los requerimientos de las aplicaciones. Por lo tanto, la construcción de vectores de expresión y su expresión en organismos heterólogos es de gran importancia en los estudios de caracterización y aplicaciones enzim.

Bacillus subtilis, Escherichia coli y levadura se utilizan comúnmente para construir sistemas recombinantes para la expresión de DAEase. A diferencia de E. coli, Bacillus subtilis no tiene una membrana externa, por lo que las proteínas que secreta pueden ser liberadas directamente en el medio de cultivo. Bacillus subtilis también es de calidad alimentaria y no segreglipopolisacári(endotoxinas) en las proteínas que secreta. La bacteria Escherichia coli (E. coli) de ingeniería genética tiene las ventajas de un fondo genético claro, un sistema completo de vector receptor, crecimiento rápido, cultivo sencillo y estabilidad recombinante. Además, el sistema de expresión de levadura tiene las características de condiciones de cultivo simples, crecimiento rápido, altos niveles de expresión y operación simple. Después de la traducción, la proteína puede ser procesada y modificada correctamente. Las desventajas del sistema de expresión de levadura son baja expresión génica clonada, largo tiempo de fermentación, glicosilación proteica incorrecta, y resistencia a la división celular. Además, la alta concentración de polisacáridos en el sobrenadante no es propicio para la purificación de proteínas recombinantes.

Los primeros investigadores tendían a utilizar E. coli como la bacteria huésped para estudiar la expresión y enzimde las enzimas de la familia de las dteasas [34,37]. Recientemente, muchos investigadores han utilizado Bacillus subtilis y levadura como bacterias huésped para expresar enzimas de la familia dteasa para la producción de d-allulosa [35]. El gen DAEase de A. tumefaciens fue expresado en E. coli y K. marxianusdespués de la recombinación y utilizado para la producción de allulosa, y los rendimientos de d-allulosa alcanzaron 230 g/L [53] y 190 g/L [56] respectivamente. Comparativamente, la enzima DAEase expresada en A. tumefaciens usando el sistema de expresión de E. coli tiene el nivel de expresión más alto hasta la fecha, como se muestra en la tabla 2.

(1) Sistema de expresión de E. coli: el sistema de expresión de E. coli tiene las ventajas de bajo costo y alta eficiencia de expresión. La familia de enzimas dteasa puede ser sobreexpresada en E. coli como proteínas solubles. La enzima dteasa recombines separada y puriusando cromatode afin, y el rendimiento de d-allulosa es de 120-218 g/L, con una tasa de conversión de 24%-33% [34]. El rendimiento y eficiencia de conversión de la enzima DAEase expresada en Escherichia coli recombinante utilizando el método de respuesta de célula completa de Agrobacterium tumefaciens fue de 230 g/L y 33%, respectivamente [53].

(2) sistema de expresión de Bacillus: el bacisubtilis recombinque lleva el gen codificador de DAEase puede sobreexpresar la enzima DAEase de una manera de alta eficiencia y bajo costo. Recombinante DAEase inmovilizen en una matriz de resina de intercambio anión puede promover la producción estable y eficiente de allulose. El DAEase recombinexpresado en Bacillus subtilis B. subtilis tiene una actividad de 58,6 U/mg, que es mayor que la de E. coli (8,95 U/mg). Además, el elemento regulador de la expresión de DAEase también afecta la cantidad y la actividad de la enzima. En Bacillus subtilis B. subtilis, el vector pMA5- Pxy/A-RDPE puede expresar establemente DAEase con una actividad enzimde 95 U/mL. Este valor es mayor que la actividad enzimexpresada en E. coli E. coli con el vector pBluescript-SK-DTE [54].

3) sistema de expresión de levadura:

El gen exógeno DAEase puede ser altamente expresado en S. cerevisiae recombinante [55] y Kluyveromycesmarxianus [56]. El vector de expresión pRS424-TEFpr-ss-xy/A, que porta el gen DAEase de A. tumefaciens, puede expresar una proteína con una masa molecular relativa de 33 000 en S. cerevisiae AN120 [55]. El gen xilosa isomerasa de T. thermophilus y el gen DAEase de A. tumefaciens son co-expresados en esporas de levadura para mejorar la catálisis sinérgica. Las dos enzimas recombinantes fueron inmovilizadas y la d-allulosa fue producida usando D-glucosa como sustr[55]. La xilosa isomerasa recombincataliza la conversión de D-glucosa a d-fructosa, y el DAEase recombinconvierte d-fructosa a D-allulose. Yang et Al.proporcionan un enfoque valioso para regenerar células modificadas de K. marxianus, que pueden producir d-allulosa en una manera catalítica de reciclaje [56]. El recombink. marxianus produjo 190 g/L de d-allulosa a partir de una concentración de sustrde 750 g/L de d-fructosa dentro de 12 h, y alrededor de 100 g de d-fructosa residual se convirtió por las bacterias de ingeniería en 34 g de etanol. Además, también se ha propuesto la idea de producir d-allulosa por biocatálisis de células enteras [56].

2.2 separación y purificación de la d-celulosa

La separación y purificación de la d-allulosa incluye principalmente los dos métodos siguientes: el primer método es la resina de intercambio iónico. Se utilizó matriz de resina de intercambio aniónico y cromatode lecho móvil simultápara inmovilizar la enzima DAEase para producir D-allulose a partir de d-fructosa como sustr. Usando diálisis de resina de intercambio iónico, las células de R. sphaeroides SK011 pueden producir 6,5 g/L de d-allulosa a partir de una concentración inicial de sustrde 50 g/L de d-fructosa [39], con una tasa de producción de 0,82 g· H-1. Para un sistema mixto que contenía d-allulosa y d-fructosa, la d-allulosa fue primero convertida a ácido glucónico y luego puria 91.2% por resina de intercambio de aniones [57].

El segundo método utiliza un método biológico para purila d-allulosa. En un sistema mixto que contenía d-allulosa y d-fructosa, la d-allulosa se obtuvo mediante el uso de levadura para consumir la d-fructosa restante y producir etanol. Además, se utilizó una combinación de evaporosmótica, cromatode intercambio catiónico y métodos biológicos para separar y purila d-allulosa, con una pureza de hasta 86,2% [58].

3 discusión

La D-Allulose es el epimer C-3 de la d-fructosa, que tiene muchas funciones fisiológicas y se utiliza ampliamente en la alimentación, la medicina y el cuidado de la salud. Después de que la FDA de los Estados Unidos aprobuna medida favorable en abril de 2019 para excluir a la allulosa del conteo de azúcares agregados y azúcares totales, las principales compañías han comenzado a tomar un gran interés en la allulosa. Actualmente, elworld's principales productores de d-allulosa, incluyendo Corea del sur#39;s CJ CheilJedang, the UK's Tate & Lyle yJapan& (en inglés)#39; grupo s Matsutani, todos usan métodos biológicos para producir d-allulosa. Por lo tanto, la construcción de bacterias genéticamente modificadas que puedan catalizar la producción de d-allulosa es una base importante para la industrialización de d-allulosa. Aunque actualmente la allulosa sólo puede utilizarse legalmente en unos pocos países, sin duda se convertirá en un edulcorante importante en el futuro.

Aunque ha habido importantes avances en la investigación del método de enzimas biológicas para la d-allulosa, en particular el rápido desarrollo de la minería de genes y la tecnología de construcción celular, las perspectivas industriales para la producción biológica de d-allulosa siguen siendo inciertas. La investigación posterior puede llevarse a cabo en las dos áreas siguientes: 1) detección de enzimas de la familia de la dteasa con alta actividad y estabilidad a través de métodos de extracción de genes, estableciendo métodos eficientes de detección de alto rendimiento, y modificación molecular de las enzimas de la familia de la dteasa para satisfacer mejor las necesidades de la industrialización, logrando así una conversión eficiente de d-fructosa y d-allulosa; 2) dado que la preparación industrial de la d-alulosa se enfrenta al problema de la eliminación de la d-fructosa residual en la mezcla después de la catálisis enzim, la separación y purificación de la d-alulosa aumenta su coste de producción. En la actualidad, existen relativamente pocos estudios sobre la separación, purificación y cristde la celulcelul, lo que indica que la industrialización posterior está relativamente atrasada. Es necesario reducir aún más el costo de producción industrial de la d-allulosa y mejorar la eficiencia de la producción de d-allulosa mediante la simplificación de los pasos de proceso posteriores, tales como la separación y purificación, cristalización, secado y otros pasos del proceso.

La figura 1 muestra una tecnología de proceso verde y reciclable más avanzada para la d-allulosa [16]. Todo el sistema de reacción se divide entre biorreactor A (para la hidrólide de la sacarosa y la conversión enzima A d-allulosa) y biorreactor B (para la producción de etanol, la separación de d-allulosa y la propagación de la levadura). El jugo crudo de caña de azúcar o de sorgo dulce se utiliza como materia prima para producir sacarosa. La levadura artificial utilizada contiene isomerasa de sacarosa natural y un gen de la enzima de la familia de la dteasa exógena recombinante, por lo que la levadura artificial puede producir D-glucosa y d-fructosa hidrolizando sacarosa con isomerasa de sacarosa. La d-fructosa se convierte en d-allulosa por la enzima de la familia dteasa a 55~60 °C, y el resto de D-glucosa y d-fructosa se fermenta para producir etanol a 27-30 °C, y el etanol puede ser recogido y utilizado como combustible. Las ventajas de este método son los bajos costes de materias primas, el uso de productos intermedios generados durante el proceso en la medida de lo posible, la reducción de las engorrosas etapas de separación y purificación, así como la reducción de la formación de residuos, menor consumo de energía y mayor rendimiento de azúcar.

4 perspectivas

En la actualidad, la celulosa se ha producido industrialmente en toneladas en China, Japón, Corea del sur, los Estados Unidos y el Reino unido. Para sobresalir en la feroz competencia de la industria, las empresas que producen d-allulosa deben mejorar la tecnología de cada eslabdel proceso. En la actualidad, las principales barreras de producción son la baja actividad de la isomerasa, la baja tasa de conversión y la baja frecuencia de reutilización. Por lo tanto, mejorar la actividad enzimática, la estabilidad y la eficiencia catalítica deberían ser los objetivos clave de la futura investigación y desarrollo de la familia de enzimas dteasa. El coste de producción de la d-allulosa puede reducirse mejorando los procesos de decoloración, desalinización, cristalización y secado. El diseño racional o modificación de procesos irrazonables usando tecnología de filtrado de alto rendimiento es una forma directa de cambiar la estructura de la familia de enzimas dteasa. Mejorando la familia de enzimas dteasa y mejorando el proceso de producción, el costo de producción de la d-allulosa puede ser reducido y su precio reducido, asegurando así que la d-allulosa pueda ser fácilmente suministrada a los consumidores.

referencia

[1] FUKADA K,ISHII T,TANAKA K,et Al.Crystal structure,solubility,ymutarotation dethe raromonosaccharide D-psicose[J]. Boletín de la sociedad química de Japón,2010,84(6):678-678.

[2] OSHIMAH,KIMURA I,IZUMORI K. Psicosecontents in various Food products yITS origin[J]. Food Science yTechnology Research,2006,12(2):137-143.

[3] MATSUO T,SUZUKI H,HASHIGUCHI M,et Al.La D-psicosees azúcar arare que no proporciona energía a las ratas en crecimiento [J]. Journal deNutritional Science yVitaminology,2002,48(1):77-80.

[4] MUW,ZHANG ZHANGW,FENG Y,et Al.Avances recientes en aplicaciones Y producción biotecnológica de D-psicose[J]. Applied Microbiology and Biotechnology,2012,94(6):1461-1467.

[5] Benjamin J Ayers,Jacqueline Hollinshead,Alexander W Saville,et Al.Iteamine, el primer alcaloide aislado de Iteavirginica L. en florescencia [J]. Phytochemistry,2014,100(2):126-131.

[6 ] ZHANG L,MU W,ChinaB,et Al.Caracterización La d-tagatosa-3-epimerasa de Rhodobacter sphaeroides que convierte la d-fructosa en D-psicose[J]. Cartas de biotecnología,2009,31:857-862.

[7] ZHANG W,YU S,ZHANG T,et Al.Recent developments in D-allulose:physiological functionalities,applications,and biological production[J]. Tendencias en ciencia y tecnología de los alimentos,2016,54(54):127 — 137.

[8] HOSSAINA,YAMAGUCHI F,HIROSE K,et Al.La D-psicosede azúcar rara previene la progresión y el desarrollo de la diabetes en el modelo T2DM Otsuka Long-Evans Tokushima Fatty rats[J]. Diseño, desarrollo y terapia de fármacos,2015,9:525-535.

[9 ]  HOSSAIN  A,YAMAGUCHI F,MATSUO T,et Al. Rare   Azúcar azúcar azúcar D-allulosa: potencial función and  Terapéutica terapéutica terapéutica terapéutica terapéutica monitoreo En el mantenimiento de la obesidad y diabetes mellitus tipo 2 [J]. Farmacología & Therapeutics,2015,155:49-59.

[10] HOSSAIN M A,KITAGAKI S,NAKANO D,et Al.El azúcar raro D-psicosemejora la sensibilidad A la insulina y la tolerancia A la glucosa en la diabetes tipo 2 Otsuka Long-Evans Tokushima Fatty(OLETF) ratas [J]. Comunicación de investigación bioquímica y biofísica,2011,405(1):7-12.

[11] OCHIAI M,NAKANISHI Y,YAMADA T,et Al.Inhibición por d-psicosis dietética de la acumulación de grasa corporal en ratas adultas alimentadas con una dieta alta en sacarosa [J]. Biotecnología biotecnología & Biochemistry,2013,77(5):1123-1126.

[12] CHUNG Y M,LEE J H,KIM D Y,et Al.D-psicoseredujo la masa de grasa visceral en ratas obesas inducidas por dieta alta en grasa [J]. Journal deFood Science,2012,77(2):H53-H58.

[13] CHUNG MY,OH DK,LEE KW. Hipoglicbeneficios para la salud de D-psicose[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2012,60(4):863-869.

[14] IIDA T,YAMADA T,HAYASHI N,et al. Reducción de la acumulación de grasa abdominal en ratas por la ingestión de 8 semanas de un edulcorrecién desarrollado hecho de jarabe de maíz de alta fructosa [J]. Food Chemistry,2013,138(2-3):781-785.

[15] OCHIAI M,ONISHI K,YAMADA T,et al. D-psicose aumenta el gasto energético y disminuye la acumulación de grasa corporal en ratas alimentadas con una dieta alta en sacarosa [J]. International Journal of Food Sciences and Nutrition,2014,65(2):245-250.

[16] JIANG   S,XIAO W,ZHU X,et al.  revisión  on  D-allulose :In Vivo vivo Metabolismo,cat Mecanismo, ingeniería  Construcción de tensión, tecnología de bioproducción [J]. Fronteras en bioingeniería y biotecnología,2020,8:26.

[17] RAN G,TAN D,ZHAO J,et al.  Polyhidroxialkanoatenano-granos funcionalizados as  a  Biocatalizadores estables para Producción rentable de la rara d-allulosa [J]. Bioresource Technology,2019,289:9-18.

[18] KISHIDA K,MARTINEZ G,IIDA T,et al. La D-allulose es un sustrdel transportador de glucosa tipo 5(GLUT5) en el intestino delgado [J]. Food Chemistry,2019,277:604-608.

[19] IWASAKI Y,SENDO M,DEZAKI K,et al. La liberación de GLP-1 Y la activación aferente vagal median los efectos beneficiosos metabólicos Y cronoterapéuticos de la d-allulosa [J]. Nature Communications,2018,9:17-25.

[20] MAENG H J,YOON J H,CHUN K M,et al. Estabilidad metabólica de d-allulosa en medios biorelevantes y hepatoci: comparación con fructosa y eritritol [J]. Foods,2019,8:13-18.

[21] KIMOTO-NIRA H,MORIYA N,HAYAKAWA S,et al.  Efectos de Fabricación en la cual: on  Producción ácida Actividades probióticas de las bacterias lácticas [J]. Journal of Dairy Science,2017,100(7):5936-5944.

[22] O'CHAROEN S,HAYAKAWA S,OGAWA M.Food Properties of egg White protein modified by Rare ketohexoses through Maillard reaction[J]. International Journal of Food Science & Tecnología,2015,50(1):194-202.

[23] YAN Z,ZHANG H,GUAN Y,et al. Estudio comparativo sobre los efectos de la D-psicose Y d-fructosa en la reacción de Maillard con − -lactoglobulina [J]. Food Science and Biotechnology,2013,22(2):341-346.

[24] LEE P,OH H,KIM S Y,et al.  efectos Fabricación en la cual: as  a  Sacarosa sacarosa sustituto on  the  Fisicoquímico,textural, y Propiedades sensoriales de pound cakes[J]. Journal of Food Processing and Preservation,2020,44(6),e14472.

[25] TAKEI S,HANABATA M.  Respetuoso del medio ambiente, repelal agua, transparente a la luz Película película Derivado del derivado desde psicose  usando Nanoimprint lithography[J]. Cartas de materiales,2015,143:197-200.

[26] HARADA M,KONDO E,HAYASHI H,et al. D-allose y D-psicose refuerzan la acción del metronidazol sobre trichomonad[J]. Parasitology Research,2012,110(4):1565-1567.

[27] SATO M,KUROSE H,YAMASAKI T,et al.  potencial Antihelmín: D-psicose inhibe Movilidad, crecimiento and  Madurez reproductiva de larvas L1 de Caenorhabditis elegans[J]. Journal of Natural Medicines,2008,62(2):244-246.

[28] FENG Z,MU W,JIANG B. caracterización de ribosa-5-fosfato isomerasa convirtiendo D-psicose a d-allose de Thermotoga lettingae TMO[J]. Cartas de biotecnología,2013,35:719-724.

[29] YEOM S J,SEO E S,KIM Y S,et al. Aumentaron la producción de d-allosa por el mutante R132E de la isomerasa ribosa-5-fosfato de Clostridium thermocellum[J]. Applied Microbiology and Biotechnology,2011,89(6):1859-1866.

[30] HAN W,ZHU Y,MEN Y,et al. Producción de allitol a partir de D-psicose por una nueva cepa aislada de Klebsiella oxytoca G4A4 [J]. Journal of Basic Microbiology,2014,54(10):1073-1079.

[31] SOENGAS R,IZUMORI K,SIMONE MI,et al.  Kiliani reacciones on  Cetosis: ramificada Hidratos de carbono edificio bloques De d-tagatose y D-psicose[J]. Tetraedro cartas,2005,46(34):5755-5759.

[32]  Idiopática idiopática idiopática idiopática JIA  M,MU  W,CHU  F,et  al.  A  D-psicose   3-epimerasa con neutral pH  óptimo  desde   Clostridium   bolteae   para D-psicoseproduction: clonación, expresión, purificación y caracterización [J]. Microbiología aplicada y biotecnología,2014, 98(2):717-725.

[33] ZHANG L,MU W,JIANG B,et al. Caracterización de la d-tagatose-3-epimerasa Rhodobacter sphaeroides que Convierte la d-fructosa en D-psicose[J]. Biotechnology Letters,2009,31(6):857-862.

[34] MU W,ZHANG W,FANG D,et al., caracterización de una enzima productora de D-psicose,D-psicose 3-epimerasa, de Clostridium sp.[J]. Biotechnology Letters,2013,35(9):1481-1486.

[35] ZHANG W,FANG D,XING Q,et al. Caracterización de una nueva d-psico3-epimerasa dependiente de metal de Clostridium scindens 35704[J]. Plos One,2013,8,e62987.

[36] YOSHIDA H,YOSHIHARA A,SUZUKI T,et al. Estructura de rayos x de una nueva ketose 3-epimerasa de Shinella zoogloeods que es capaz de producir d-allulosa [J]. FEBS Open Biol,2019,9:257-265.

[37] MU  W,CHU F, F, F, F, F, F, F, F, F Q,et al.  Clonación, expresión, y Caracterización caracterización caracterización of  a  D-psicose  3-epimerasa desde  Clostridium cellulolyticum H10[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry,2011,59(14):7785-7792.

[38] ZHU Y,MEN Y,BAI W,et al. Sobrexexpression De D-psicose3-epimerasafrom Ruminococcus Sp. en Escherichia coli Y su potencial aplicación en la producción de D-psicose [J]. Biotechnology Letters,2012,34(10):1901-1906.

[39] ZHANG  L,JIANG B,MU W, y al.  bioproducción of D-psicose  usando impermeabilizado Células células De nuevo aislado Rhodobacter sphaeroides SK011[J]. Fronteras de la ingeniería química en China,2009,3(4):393-398.

[40] PARK C,KIM T,HONG S,et al. Producción de d-allulosa a partir de d-fructosa por células recombinpermeabilide de células de Corynebacterium glutamicum que expresan d-allulosa 3-epimerasa Flavonifractor plautii[J]. Plos One,2016,11(7),e0160044.

[41] YANG J,TIAN C,ZHANG T,et al. Desarrollo de un sistema de expresión de calidad alimentaria para la preparación de D-allulose 3-epimerasa con genes de isoenzimas en tándem en Corynebacterium glutamicum y su aplicación en la conversión de melaza de caña a D-allulose [J].

Biotechnology and Bioengineering,2019,116(4):745-756.

[42] LI S,CHENZ,ZHANG W,et al. Caracterización de una D-tagatose 3-epimerasa de Caballeronia fortuita y su aplicación en la producción de azúcar poco común [J]. International Journal of Biological Macromolecules,2019,138:536-545.

[43] ZHU Z,LI C,LIU X,et al. Caracterización bioquímica y aplicación biocatalítica de una novela D-tagatose 3-epimerasa from Sinorhizobium sp.[J]. RSC Advances,2019,9(6):2919-2927.

[44] ZHU Z,GAO D,LI C,et al. Rediseño de una nueva D-allulose 3-epimerasa a partir de Staphylococcus aureus Para la termoestabilidad y la producción biocatalítica eficiente de d-alulosa [J]. Fábricas de células microbianas,2019,18(1):1-10.

[45] TSENG W,CHENC,HSU C,et al. Caracterización de una D -allulose 3-epimerasa recombinante de Agrobacterium sp. ATCC

31749 e identificación de un importante residuo interfacial [J]. International Journal of Biological Macromolecules,2018, 112:767-774.

[46] YOSHIHARA A,KOZAKAI T,SHINTANI T,et al. Purificación y caracterización de la D-allulose 3-epimerasa derivada de Arthrobacter globiformis M30, un microorganismo GRAS [J]. Journal of Bioscience and Bioengineering,2017,123(2):170-176.

[47] HE W,JIANG B,MU W,et al. Producción de d-allulosa con D-psicose 3-epimerasa expresada y exhibida en la superficie de las esporas de Bacillus subtilis [J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry,2016,64(38):7201-7207.

[48] ZHANG W,ZHANG T,JIANG B,et al. Caracterización bioquímica de una D-psicose 3 - epimerasa de Treponema primitiaZAS-1 Y su aplicación en la producción enzimática de d-psicose [J]. Journal of the Science of Food and Agriculture,2016,96(1): 49-56.

[49] ZHANG W,LI H,ZHANG T,et al. Caracterización de una D-psicose 3-epimerasa de Dorea sp. CAG317 con un pH ácido óptimo y una alta actividad específica [J]. Journal of Molecular Catalysis b-enzim, 2015,120:68-74.

[50] ZHANG W,ZHANG Y,HUANG J,et al. Mejora de la termoestabilidad de la d-Allulose 3-epimerasa de Dorea sp. CAG317 por mutagenesis dirigida al sitio en las regiones de interfaz [J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry,2018,66:5593-5601.

[51] PATEL S N,KAUSHAL G,SINGH S. caracterización de un nuevo gen de D-allulose 3-epimerasa del metagenoma de un hábitat acuático termal y producción de d-allulosa por catálisis de células completas de Bacillus subtilis [J]. Applied and Environmental Mic- robiology,2019,1:1-8.

[52] CHEN  Z,CHEN J,ZHANG W, y  al.   Mejorar la termoestabilidad and   Catalizador catalcatalizador comportamiento  of  L-rhamnose  isomerasa De Caldicellulosiruptor obsidiansis OB47 hacia D -allulose por mutagenesis dirigida al sitio [J]. Journal of Agricultural and Food (en inglés) Chemistry,2018,66(45):12017-12024.

[53] PARK C,PARK C,SHIN K,et al. Producción de D-psicose a partir de d-fructosa por células recombinantes enteras con expresión de alto nivel de D-psicose 3-epimerasa de Agrobacterium tumefaciens[J]. Journal of Bioscience and Bioengineering,2016,121(2):186- 190.

[54] CHEN  J,ZHU Y, G,et al.  Alto nivel intra- and  extra-celular producción of  D-psicose  3-epimerase  vía a  Sistema modificado de expresión inducible a xilen Bacillus subtilis[J]. Journal of Industrial Microbiology & Biotechnology,2016,43(11): 1577-1591.

[55] LI Z,LI Y,DUAN S,et al. Bioconversión de D -glucosa a D -psicose con D -xilose isomerasa inmovilizy D -psicose 3-epimerasa en Saccharomyces cerevisiaespores[J]. Journal of Industrial Microbiology & Biotechnology,2015,42(8):1117- 1128.

[56] YANG P,ZHU X,ZHENG Z,et al.  célula regeneración and  cíclico catálisis De ingeniería Kluyveromyces  marxianus  De un Gen D -psicose-3-epimerasa de Agrobacterium tumefaciens para la producción de D-allulose [J]. World Journal of Microbiology (en inglés) & Biotechnology,2018,34(5):7-13.

[57] LI C,ZHANG C,LIN J,et al. Extracción de fructosa enzimde D-psicose bioproduction model Solution and the system modeling and simulation[J]. Journal of Chemical Technology & Biotechnology,2018,93(5):1249-1260.

[58] SONG Y,NGUYEN QA,WI SG,et al. Estrategia para la producción dual de bioetanol Y D-psicose como productos de valor añadido a partir de residuos vegetales crucíferos [J]. Bioresource Technology,2017,223:34-39.

[59] HE X,ZHOU X,YANG Z,et al. Clonación, expresión y purificación del gen D-tagatose 3-epimerasa de Escherichia coli JM109[J]. Expresión de proteínas & Purificación,2015,114:77-81.

[60] LI C,LIN J,GUO Q,et al. D-psicose 3-epimerasa secretory overexpression, inmobili, and D-psicose biotransformation, separation and crystallization[J]. Journal of Chemical Technology & Biotechnology,2018,93(2):350-357.