Cómo extraer carotenoides de microalgas?

carotenoidesare unclass delipid-soluble isoprenoid compounds widely found envarious plants, animals, ymicroorganisms.They serve asnaturalantioxidants withenorganisms yperform important physiological functions.Research hasshown that carotenoidespossess efficacy enpreventing ytreating humandiseases as well as improving human health, such as preventing cardiovascular diseases, treating cancer, improving vision, yenhancing immune function. In recent years, carotenoideshave found widespread applicatielenelpharmaceutical, food, health supplement, cosmetics, yfeed industries. The global market demyparacarotenoidesis growing at an annual rate de2.9%, with projections reaching 10 millieltonnes por2017 [1]. However, most commercially available carotenoidesare derived desdeQuímica químicasynthesis, ytheir biological effects ysafety have been subject aongoing scrutiny [2–3]. With elcontinuous enhancement dehealth awareness, carotenoidesderived desdenatural raw materials are gaining increasing popularity among consumers.

En los últimos años, las microalgas han ganado ununcreciente atención como un recurso sostenible y renovable para la producción de biocombustibles. Sin embargo, la tecnología de biocombustibles de microalgas sigue siendo inmadura y los costos de producción selprohibitivamente altos, lo que impide avances a escala industrial hasta la fecha. Algunos investigadores han cambiado su enfoque a la producción de otros productos de alto valor añadido a partir de microalgas. Las microalgas se consideran la mejor fuente natural de carotenoides comercialmente valiosos, y la extracción de carotenoides de microalgas ofrece ventajas significativas: en primer lugar, las microalgas crecen rápidamente, son fáciles de cultivar, y son adecuados para el cultivo a gran escala; En segundo lugar, las microalgas sintetizan una amplia variedad de pigmentos, tales como− -caroteno, luteínaY astaxantina; Y se hayan confirmado la bioactividad y las propiedades antioxidantes de estos pigmentos; Por último, el crecimiento de microalgas no se ve afectado por los cambios estacionales, no compite por la tierra cultivable o los recursos de agua dulce, y las microalgas tienen una fuerte adaptabilidad, con algunas especies capaces de crecer y reproducirse en las aguas residuales [4-5]. Por lo tanto, la investigación y el desarrollo de carotenoides a partir de microalgas puede ampliar las fuentes de carotenoides naturales, mejorar el valor de las especies de algas, y traer beneficios económicos significativos.

Sin embargo, actualmente, el alto costo de producción es la principal restricción en la producción comercial de carotenoides microalgales. La producción de carotenoides a partir de microalgas involucra tres etapas: cultivo de microalgas, cosecha de algas y extracción y purificación. Entre estas, la cosecha de algas y la extracción de carotenoides son las tecnologías clave que determinan los costos de producción. Este artículo revisa varias tecnologías de extracción de carotenoides microalgales basadas en la literatura publicada de fuentes nacionales e internacionales, con el objetivo de proporcionar una referencia para la investigación y el desarrollo de carotenoides microalgales.

1 cepas microalgales comunes de alto rendimiento ricas en carotenoi.

La investigación sobre las microalgas como fuente de carotenoides comenzó en la década de 1960. Hasta la fecha, las especies de microalgas ricas en carotenoides pertenecen principalmente a la división Chlorophyta, incluyendo Chlorella, Scenedesmus, Chlamydomonas, Dunaliella, Muriellopsis, y Haematococcus. Entre estas especies, Dunaliellasalinay Haematococcuspluvialisse han utilizado para la producción comercial de beta-caroteny astaxantina. En la tabla 1 se muestran las especies comunes de microalgas que producen diversos carotenoides y su contenido.

2  Métodos de extracción de carotenoides de microalgas

En los últimos años, cómo extraer de manera efectiva los carotenoides de las materias primas microalgales se ha convertido en un foco clave de investigación y exploración por parte de académicos de todo el mundo. El proceso de obtención de carotenoides a partir de microalgas normalmente implica los siguientes pasos: recolección de biomasa de algas secado interrupción de células extracción. Sin embargo, la recolección de biomasa de algas, el secado y la interrupción celular requieren un consumo significativo de energía, lo que lleva a altos costos de producción. Algunos investigadores han mejorado los métodos tradicionales de extracción mediante la integración de la recolección de microalgas, la interrupción de la pared celular y la extracción en un solo proceso u omiel paso de secado, lo que simplifica los pasos operativos, la reducción del consumo de energía y la reducción de los costos de producción. Actualmente, los principales métodos utilizados para extraer carotenoides de microalgas incluyen: extracción con disolvente orgánico, extracción con disolvente presurizado, extracción con fluido supercrítico/subcrítico, extracción in situy extracción de doble fase.

2.1 método de extracción con disolvente orgánico

El método tradicional de extracción con disolvente orgánico es uno de los métodos más utilizados para extraer carotenoides de microalgas. Sin embargo, algunas especies de algas productoras de carotenoides de alto rendimiento, como Chlorella, La Comisión de las comunidades europeasy Muriellopsis, tienen paredes celulares extremadamente duras, lo que dificulta la interrupción de la pared celular y a menudo resulta en una extracción incompleta de carotenoides. Por lo tanto, antes de la extracción de carotenoides de microalgas, la interrupción de la pared celular es necesario, o métodos de extracción auxiliares pueden ser empleados para realizar simultáneamente la interrupción de la pared celular y las operaciones de extracción.

Ceron et Al.[15] extrajeron luteína de Scenedesmus almeriensis y compararon los efectos de cinco diferentes métodos de interrupción de la pared celular (método de morde de óxido de aluminio, fresado de bolas, fresado de bolas de óxido de aluminio, interrupción ultrasónica y fresado de bolas de óxido de aluminio combinado con interrupción ultrasónica) sobre la eficiencia de extracción de luteína. Se encontró que la interrupción celular influyó significativamente en la eficiencia de extracción de luteína, siendo el método óptimo de interrupción celular el molido de bolas de óxido de aluminio durante 5 minutos, logrando una tasa de extracción de 98%, mientras que la tasa de extracción de células no rotas fue de sólo 40%.

Deenu et al. [16] optimizaron las condiciones del proceso de extracciónLuteína de Clorella vulgaris powderUsando extracción de etanol al 90% asistida por ultrasonido. Bajo condiciones óptimas de potencia ultrasónica de 35 kHz, intensidad ultrasde 56,58 W/cm², temperatura de extracción de 37,7 ² C, tiempo de extracción de 5 h y relación sólido-líquido de 31 mL/g, el contenido de luteína fue de (3,16 ± 0,03) mg/g. Zhao Xiaoyan et al. [17] optimizaron las condiciones de extracción de astaxantina de Haematococcuspluvialis utilizando disolventes orgánicos asistidos por microondas de frecuencia variable (acetato de etilo: etanol = 1:2; V /v). Con la óptima relación líquido-sólido, la temperatura de extracción y el tiempo de extracción siendo 200:1, 45°C y 20 minutos, respectivamente. La tasa de extracción de astaxantina fue de 36,88%. Este estudio demostró que la extracción con disolvente orgánico mixto asistido por microondas de frecuencia variable puede aumentar rápidamente la tasa de extracción de astaxantina de Haematococcus pluvialis. La tabla 2 resume los principios y las ventajas/desventajas de varios métodos comúnmente utilizados para la alteración de la pared celular microalgal.

Los carotenoides en las microalgas existen principalmente en dos formas: libres y ésteres de ácidos grasos [20]. Sin embargo, los carotenoides extraídos usando disolventes orgánicos a menudo contienen impurezas como clorofila y aceites. La presencia de estas sustancias afecta a la pureza de los carotenoides extraídos e influye en los pasos de procesamiento posteriores. La saponificación de las muestras de carotenoides no solo libera carotenoides Unidos, aumentando el contenido de carotenoides libres, sino que también elimina eficazmente impurezas como la clorofila y los aceites, mejorando así la pureza de las muestras de carotenoides extraídas [21].

Los reactivos de saponificación se eligen típicamente como una solución metano acuosa de KOH, que puede saponificarse a temperatura ambiente o con un calentamiento adecuado de la muestra para acortar el tiempo de saponificación; Después de la saponificación, la extracción se realiza utilizando disolventes orgánicos de baja polaridad como hexano o éter de petróleo; Por último, el producto de extracción se lava con agua para eliminar el KOH. Sin embargo, la saponificación puede dañar los carotenoides y reducir su rendimiento de extracción; Por lo tanto, las condiciones de saponificación deben ser estrictamente controladas para minimizar las pérdidas. Ceron et al. [15] propuun proceso de extracción adecuado para la producción a escala industrial de luteína de las algas Scenedesmus almeriensis y optimilas condiciones de extracción. Este método consiste principalmente en tres pasos: ruptura celular, tratamiento alcalino y extracción por solvente. Los resultados de optimización mostraron que el pre-tratamiento del polvo de algas con molienda de bolas de óxido de aluminio durante 5 minutos, seguido de un tratamiento con una solución de 4% w/v KOH para 100 g/L de biomasa de algas durante 5 minutos, y finalmente la extracción con hexano del mismo volumen que la muestra, con seis extracciones, logró una tasa de recuperación de luteína del 95%.

Si se utilizan métodos tradicionales de extracción, se requieren pasos como la recolección y el secado antes de extraer carotenoides de microalgas, lo que aumenta los costos de producción. Kang et al. [22] empleun nuevo método de extracción con disolvente para extraer astaxantina libre de Haematococcus pluvialis. Este método se divide en dos etapas. En la primera etapa, se extraen astaxantina yÉsteres de astaxantinaA partir del medio de cultivo de Haematococcus pluvialis utilizando dodecano, separando el dodecano del medio de cultivo que contiene fragmentos de células; En la segunda etapa, el dodecano se mezclcontinuamente con un volumen igual de 0,02 mol/L de solución de naoh-metan, durante este proceso, astaxantina y sus ésteres en la fase de dodecano se transficontinuamente a la fase metan. Los ésteres de astaxantina se convierten en astaxantina libre a través de saponificación en la fase metanol. Finalmente, las dos fases se separan, y la fase del dodecano puede ser reutilizada. Las tasas de extracción de astaxantina en las dos etapas fueron 95% y 85% o más, respectivamente. En comparación con otros métodos de extracción, este método elimina la necesidad de la recolección de microalgas, es sencillo de operar, bajo en el consumo de energía, y tiene un alto desarrollo y valor de aplicación. Sin embargo, debido a la volatilidad y toxicidad de los disolventes orgánicos, que son perjudiciales para la salud humana y el medio ambiente, los disolventes verdes como los aceites vegetales se pueden utilizar para reemplazar a los disolventes orgánicos tradicionales para extraer carotenoides de microalgas.

Kang et al. [23] usaron varios aceites vegetales comunes (aceite de soja, aceite de maíz, aceite de semilla de uva y aceite de oliva) paraExtracto de astaxantinaDe Haematococcus pluvialis. A temperatura ambiente, se mezclaron volúmenes iguales de aceite vegetal y medio de cultivo de Haematococcus pluvialis, se agitaron vigorosamente para romper las células de las algas y se dejó que se asiasen para separar las dos fases. El aceite de la planta extrajo la astaxantina de las células de algas, con las células de algas que permanecen en la fase inferior y la fase de aceite lograr una tasa de recuperación de más del 88%. Este método es respetuoso con el medio ambiente y preserva eficazmente la estabilidad y las propiedades naturales del aceite. Después de la extracción, se pueden utilizar métodos de adsorpara separar los carotenoides microalgales del aceite vegetal. Baharin[24] empledos tipos de resinas de adsormacroporosas para adsorlos carotenoides del aceite de palma. Después de la adsorción, el adsorbente se separó del aceite de palma, y los carotenoides en el adsorbente se desorbed utilizando el método de extracción Soxhlet.

2.2 método de extracción con disolvente presurizado

La extracción de líquido presurizado (PLE), también conocida como extracción por solvente acelerada (ASE), es una nueva técnica de pretratamiento de muestras que ha encontrado una amplia aplicación en la agricultura, la alimentación, el medio ambiente y la medicina [25]. El principio consiste en aumentar la solubilidad de las sustancias y la eficiencia de difusión de los solutos en condiciones de alta temperatura (50-200 °C) y alta presión (500-3000 psi), mejorando así la eficiencia de extracción [26]. En comparación con otros métodos de extracción, PLE ofrece ventajas como un tiempo de extracción corto, un consumo de disolvente reducido, una alta eficiencia de extracción y una alta automatización.

Castro-Puyana et al. [27] empleple para extraer carotenoides de la alga verde rica en aceite neoclorisoleoabundans, comparando simultáneamente la eficiencia de extracción de PLE con la de los métodos tradicionales de solvente orgánico. Los resultados mostraron que bajo condiciones de extracción de etanol al 100% a 100°C durante 20 minutos, la tasa de extracción de carotenoides fue del 32,6%, significativamente mayor que la obtenida con acetona conteniendo 0,1% (p /v) butihidrohidrolueno, que solo produjo el 28,3%.

Aunque el método PLE puede lograr una alta tasa de extracción de carotenoides, Grima et al. [14] señalaron que este método requiere una alta temperatura de extracción, lo que puede causar que la clorofila en las muestras de microalgas se transforme en clorofila tóxica empobrecon magnesio, lo que afecta la actividad de los carotenoides extraídos. Por lo tanto, el método PLE tiene ciertas limitaciones para extraer carotenoides de microalgas. Jaime et al. [28] usaron el método PLE para extraer carotenoides de Haematococcus pluvialis y compararon la actividad antioxidante de los carotenoides extraídos a diferentes temperaturas (50, 100, 150, 200 °C). Los resultados mostraron que bajo condiciones de extracción de 100% etanol durante 20 minutos, la tasa de extracción de carotenoides aumentó con temperaturas más altas, mientras que la actividad antioxidante de los extractos disminuyó en consecuencia.

Sin embargo, Cha et al. [29] compararon los efectos del método PLE con la extracción con disolvente tradicional, la extracción con Soxhlet y la extracción asistida por ultrasonido sobre el contenido de carotenoides, clorofila a, clorofila b yClorofila empobrede magnesioA y ácido clorofila empobrede magnesio en Clorellavulgaris. Encontraron que en comparación con otros métodos de extracción, el método PLE demostró una mejor eficiencia de extracción para carotenoides y clorofilas. Además, observaron que cuando la temperatura de extracción era de 160°C, el contenido de clorofila a empobrecon magnesio en el extracto era el más bajo, a (0,01 ± 0,00) mg/g, mientras que el método de extracción con disolvente tradicional, el método de extracción Soxhlet, los métodos de extracción asistida por ultrasprodujeron contenidos de clorofila a empobrecon magnesio de 0,85 ± 0,09, 5,15 ± 0,59, y (2,15 ± 0,71) mg/g, respectivamente. Especularon que esto se debía a las altas temperaturas (> 110 °C) causando la inactivación de cloroophyllase, mientras que otros métodos de extracción se llevaron a cabo en condiciones más suaves a temperaturas de 20-80 °C, donde la cloroophyllase se mantuvo activa, acelerando la conversión de clorofila a clorofila empobrede magnesio. Por lo tanto, el método PLE es una técnica de extracción altamente prometepara pigmentos de microalgas.

2.3método de extracción de fluido supercrítico/subcrítico

La extracción de fluido supercrítico (SFE) es una tecnología de extracción verde respetuosa con el medio ambiente que utiliza fluidos supercríticos como disolventes para separar componentes solubles del material objetivo. Debido a la baja viscoy excelente difusividad de los fluidos supercríticos, la eficiencia de extracción es más rápida y eficaz. Mediante el ajuste de la densidad del fluido supercrítico, los componentes activos en microalgas se pueden extraer selectivamente. Después de la extracción, al aumentar la temperatura o reducir la presión, el fluido supercrítico se convierte en un gas común y se libera, sin dejar residuos de disolvente en los carotenoides extraídos. El extraídoPolvo de algas oTambién puede ser más utilizado. Los fluidos supercríticos tienen ventajas como no inflamabilidad, toxicidad y estabilidad química, resultando en productos más seguros.

Kitada et al. [30] usaron CO supercrítico para extraer carotenoides y clorofila de Clorellavulgaris, investigando los efectos de la presión de extracción, la temperatura y los cosolventes (etanol y acetona) sobre el contenido de pigmento en el extracto, y compararon los resultados con los del método tradicional de extracción de Soxhlet.

El estudio encontró que la presión y temperatura óptimas de extracción fueron 50 MPa y 80°C. La extracción supercrítica de CO₂ puede extraer selectivamente luteína, pero la tasa de extracción es baja. La adición de 7,5% de etanol como cosolvente efectivamente aumenta el contenido de luteína en el extracto, pero también aumenta el contenido de clorofila, lo que resulta en una menor pureza de la luteína extra. En comparación con el método SFE, el método de extracción de Soxhlet tuvo la mayor tasa de extracción de pigmentos. En respuesta, algunos estudiosos propuuna solución más eficaz. Bing et al. [31] emplela extracción de fluido supercrítico con un método antidisolvente (SFE) para purizeaxantina a partir del extracto crudo obtenido a través del método de extracción Soxhlet de la microalgaNannochloropsisoculata. Los resultados mostraron que la pureza de zeaxantina alcanzó el 93,8%. Este método combina las ventajas de la extracción con disolvente orgánico tradicional y la SFE, evitando al mismo tiempo los inconvenientes de los disolventes orgánicos, como la toxicidad y la baja pureza de los extractos. Por lo tanto, tiene un potencial significativo para el desarrollo en el campo de los carotenoides microalgales.

La extracción de fluido subcrítico (SFE) es una nueva técnica de extracción que utiliza fluidos subcríticos como extractantes. Transficomponentes lipofílicos del material extraíble al extractante líquido a través de difusión molecular, seguido de la separación del extractante y el producto objetivo a través de un proceso de evaporal vacío. Los fluidos subcríticos son fluidos en el borde del estado supercrítico, con presión superior a la presión del punto crítico y temperatura por debajo del valor crítico, formando un líquido de alta presión. En comparación con los fluidos supercríticos, los fluidos subcríticos requieren temperaturas más bajas, más cercanas a la temperatura ambiente, eliminando la necesidad de equipos de calefacción, haciéndolos más viables económicamente en términos de inversión en equipos y consumo de energía. Además, a la misma presión, el CO₂ subcrítico tiene una mayor densidad y mayor solubilidad que el CO₂ supercrítico. Actualmente, hay pocos estudios sobre la extracción de carotenoides de microalgas utilizando la extracción de fluido subcrítico. Solo Huang Xingxin et al. [32] han llevado a cabo investigaciones relacionadas. Emplela tecnología subcrítica CO₂ mejorada por ultrasonido para extraer luteína de Clorella e investigaron las condiciones óptimas del proceso, determinando finalmente las condiciones óptimas de la siguiente manera: temperatura de extracción 25°C, presión de extracción 11 MPa, flujo de fluido de 30 kg/h, agente portador (etanol anhidrico) dosis de 1,5 mL/g, tiempo de extracción de 3 horas, y potencia ultrasónica de 750 W. Bajo estas condiciones, el contenido de luteína extraído fue de 68.85 mg/100 g dePolvo de Clorella.

2.4 método de extracción In situ

La extracción In situ se refiere a la mezcla continua de líquido de algas con un disolvente orgánico biocompatible para extraer carotenoides en la fase de disolvente orgánico, mientras que las células de microalgas continúan sintetizcarotenoides, logrando así el cultivo simultáde microalgas y la extracción de carotenoides. Esto elimina la necesidad de cosemicroalgas, aumenta el rendimiento de carotenoides y reduce los costos de producción.

Hejazi et al. [33] aplicaron el método de extracción in situ a la producción de− -caroteno de Dunaliella salina. Después de cultivar las células de Dunaliella salina en condiciones normales, fueron transferidas a un biorreactor como se muestra en la figura 1. Una fuerte irradiación de luz indujo la producción de grandes cantidades de beta-caroten, mientras que el dodecano se inyeccontinuamente en el fondo de la solución de algas. Dodecano extraído de las células de algas a través de la fase acuosa, y finalmente, bajo la acción de una bomba, dodecano fue reciclado de la fase superior de nuevo a la parte inferior para continuar el ciclo. Los experimentos demostraron que bajo una fuerte irradiación de luz y en presencia de dodecano, Dunaliella salina todavía podía sobrevivir (> 47 días), aunque el crecimiento celular se desaceler, y la tasa de extracción de beta-carotensuperaba el 55%. desestidesestiet al. [34] investigaron el mecanismo de extracción in situ aplicado a algas salinas. Encontraron que el contacto entre las células de algas salinas y la interfaz de fase agua-orgánica causa la muerte celular, y la posterior ruptura celular conduce a la liberación de carotenoides, lo que permite que el proceso de extracción proceda con eficacia.

Aunque el método de extracción in situ puede eliminar los engorrosos pasos operativos de los métodos tradicionales de extracción, Kleinegris et al. [35] encontraron que el rendimiento en volumen de − -carotenextraído de Dunaliella salina usando el método de extracción in situ fue relativamente bajo, de 8,3 mg/L·d, mientras que el método de extracción tradicional rindió 13,5 mg/L·d. Además, la emulsificación de los disolventes de dos fases y la acumulación continua de oxígeno en el biorreactor inhiel el crecimiento de Dunaliella salina, mientras que la fuerte exposición a la luz causa la degradación del beta-caroten. Estos inconvenientes dificultan el desarrollo posterior del método de extracción in situ.

2,5 extracción acuosa de dos fases (ATPE)

La extracción acuosa de dos fases (ATPE) se originó en la década de 1960 y es una tecnología de separación sólido-líquido muy promete. Similar al principio general de extracción hidroorgánica, separa los componentes en función de sus diferentes comportamientos de distribución entre dos fases. Los sistemas ATPE ofrecen amplias perspectivas de aplicación en la extracción y separación de sustancias bioactivas.

Actualmente, pocos estudios han investigado la extracción de carotenoides usando ATPE. Solo Cisneros et al. [36] llevaron a cabo una investigación relevante, utilizando Clorella protothecoides poscosecha para estudiar el comportamiento de la distribución de la luteína en un sistema acuoso de dos fases de fosfato de peg-fosfato. Primero extrajluteína del lodo de algas usando etanol al 30% del peso húmedo de las algas, seguido de la extracción del extracto crudo en un sistema de doble fase compuesto por 22,9% (p/p) PEG 8000 y 10,3% (p/p) fosfato a pH 7,0. Los resultados mostraron que elLa mayoría de los carotenoidesSe distribuyeron en la fase superior, con fragmentos de células de algas en la fase inferior, y el rendimiento de carotenoides fue 81,0% − 2,8%. Este método proporciona una perspectiva más amplia para la investigación y el desarrollo de métodos de extracción de carotenoides a partir de microalgas.

3   La perspectiva

Las microalgas son ricas en carotenoides, con alto contenido y diversos tipos, y poseen ventajas tales como ciclos de cultivo cortos, condiciones de cultivo fáciles de controlar, y la capacidad de producción continua, por lo que son una excelente fuente de carotenoides. Sin embargo, la preparación de carotenoides a partir de microalgas es un proceso de alto costo, lo que limita gravemente la investigación y el desarrollo de productos de carotenoides microalgales. Actualmente, la extracción de carotenoides de microalgas emplea principalmente la interrupción mecánica de la célula combinada con disolventes orgánicos. Este método es sencillo de operar y fácilmente escalable para la producción industrial, pero requiere un consumo significativo de energía y disolventes orgánicos. En los últimos años, con el desarrollo de nuevas técnicas de extracción, como el método de extracción ultrasónica, el método de extracción por microondas, y el método de extracción por solvente acelerado mencionado anteriormente, ha sido posible mejorar eficazmente las tasas de extracción de carotenoides, acortar los tiempos de extracción, y reducir el consumo de disolventes en diferentes grados. Sin embargo, estos métodos implican inevitablemente el uso de disolventes orgánicos, que no son respetuosos con el medio ambiente.

En contraste, la extracción de fluido supercrítico/subcrítico se alinecon los principios de la 'química verde', produciendo productos carotenoides con alta seguridad. Sin embargo, este método tiene altos requerimientos de equipo y logra menores tasas de extracción de carotenoides en comparación con los métodos basados en solventes. Todos los métodos mencionados anteriormente requieren la extracción de la biomasa de algas, lo que inevitablemente aumenta los costes de producción. Por el contrario, la extracción In situ puede evitar eficazmente el proceso de cosecha, lo que permite el cultivo simultáde microalgas y la extracción de carotenoides, lo que reduce el consumo de energía y la reducción de los costes de producción. Sin embargo, este método se encuentra todavía en su etapa de desarrollo y se enfrenta a problemas como las bajas tasas de extracción. En resumen, aunque se ha llevado a cabo una investigación extensa y profunda sobre la extracción de carotenoides de microalgas, con algunos avances logrados, no existe actualmente ningún método que simultáneamente posee alta eficiencia de extracción, versati, rapidez, respeto al medio ambiente, y bajo costo.

Por lo tanto, para aumentar la producción de carotenoides y reducir los costes de producción, el desarrollo futuro de carotenoides microalgales debería centrarse en las siguientes áreas: En segundo lugar, adoptar métodos de extracción adecuados, simplificar los pasos de extracción, optimizar los procesos de extracción y reducir los costes de producción, mejorando continuamente los métodos existentes; Investigar y desarrollar nuevas tecnologías para lograr la producción a escala industrial de carotenoides microalgales; Tercero, utilizar técnicas modernas de ingeniería genética para modificar las cepas microalgales y acelerar la industrialización de la producción de carotenoides microalgales. Con el desarrollo continuo de nuevas cepas de microalgas y la mejora continua de los procesos de extracción, la producción comercial a gran escala de carotenoides microalgales no está lejos.

referencia

[1]Venil CK,Zakaria ZA,Wan AA. Pigmentos bacterianos y sus aplicaciones [J]. Process Bioquímica,2013,48 (7) : 1065-1079.  [2]HdeKHVH,G注rtner C,Wiersma A,et Al. Comparación De la biodisponibilidad de  natural   La palma de la palma  El petróleo  carotenoids  y   Sintético − -caroteno in   Humanos [J]. revista  de agricultura  and  La comidaChemistry,1999,(4) : 1582-1586.

[3]Gill GKCBS. producción and  Caracterización caracterización caracterización de Carotenoides microbianos como una alternativa a los colores sintéticos: una revisión [J]. International revistadeLa comidaProperties,2011,14 (3) : 503-513.

[4]Ahmed F,Fanning K,Netzel M,etal. Perfil de los carotenoides y antioxidante capacidad de Microalgas de  Subtropical subtropical Aguas costeras y salobres [J]. Food Chemistry,2014,165:300-306.

[5]Kleinegris DM,Janssen M,Brandenburg WA,et Al. Dos - Fase fase Sistemas: potencial  para  in   situ  Extracción de extracción de  Productos de microalgas [J]. Biotechnol Advances,2011,29 (5) : 502-507.

[6] ibáez E,Cifuentes A. prestaciones de usando  Algas algas as  Fuentes naturales de energía Ingredientes [J]. revista de el ciencia Of Food and Agriculture,2013,93 (4) : 703-709.

[7]Mogedas B,Casal C, Forjan E,etal.aumento de la producción de betacaroteno por radiación UV-A en cultivos de Dunaliella Bardawil  Laboratorio de laboratorio   Reactores. [J] .   revista   de   bioci    And Bioengineering,2009,108 (1) : 47-51.

[8] EBA K,Hattori H,Hirano M. acumulación Y antioxidante actividad  de  Secundaria secundaria   carotenoids    in    el   Aérea aérea   microalga Coelastrella striolata Var. multistriata[J]. La comida Química,2007, 100(2) : 656-661.

[9] WU Changjun, TANG Xinyun. Efecto de la luz sobre el crecimiento y la acumulación de zeaxantina en una cepa de algas mutantes de Salmoides dubliniensis, celo [J]. Food Science,2012,03:199-202.

[10]Liau BC,Hong SE,Chang LP,et al. Separación De vista - Protección protección zeaxantina  desde  Nannochloropsis   oculata por Utilizando extracción de fluidos supercríticos acoplcon cromatode elución [J]. Tecnología de separación y purificación,2011,78 (1) : 1-8.    [11] Canción canción  Ecos de la sesión  KH, canción  DG,et al.  Optimización optimización Tubos presupresu  Líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido   Extracción de extracción   de   zeaxantina   desde    Chlorella ellipsoidea[J]. revista de Applied  Phycology,2012,24 (4) : 725-730.

[12]Sánchez JF,Fernández JM, Acien FG,et Al. Influencia de Condiciones culturales on  el Productividad y contenido de luteína el Nueva cepa Scenedesmus  Almeriensis [J]. proceso Biochemistry, 2008,43 (4) : 398-405.

[13]Inbaraj BS,Chien JT,Chen BH. Método mejorado de cromatografía líquida de alto rendimiento para la determinación de carotenoides en el   microalga    Chlorella     pyrenoper  [J] .    Journal     De cromatoa,2006,1102 (1-2) : 193-199.

[14] fernández-sevilla JM, Acien Fernández FG,Molina Grima e.producción biotecnológica de luteína y ITS Solicitudes [J]. Applied Microbiology and Biotechnology,2010,86(1) : 27-40.

[15]Cerón MC,Campos Yo,Sánchez JF,et Al. Recuperación Lutein from   microalgas   Biomasa: desarrollo    de    a    proceso    Para biomasa de Scenedesmus almeriensis [J]. Journal deagricultural and Food Chemistry,2008,56(24) : 11761-11766.

[16]Deenu A,Naruenartwongsakul S,Sang MK. Optimización y económico  evaluación  de  Ultrasonido.   Extracción de extracción  de  luteína   desde Chlorella vulgaris[J]. Biotecnología e ingeniería de bioprocesos, 2013,18 (6) : 1151-1162.

[17] ZHAO Xiaoyan, CHEN Jun, CHEN Fengliang, et al. Estudio sobre la extracción de astaxantina de algas rojas arcoiris asistido por el método de microondas de frecuencia variable [J]. Ciencia y tecnología de los alimentos,2014,03:188-193.

[18] Gunerken E,Hondt ED,Eppink MHM,et al. Cell disrupparamicroalgas biorefin[J]. Avances en biotecnología,2015, 33 :243-260.

[19] Zhong Yunshan,Xu Yangcang,Jing Berlin,et al. Progreso de la investigación sobre la tecnología rommuros de Clorella vulgaris [J]. Food Research and Development,2014,14:120-124.

[20]Amorim-Carrilho KT,Cepeda A,Fente C,et revisión Métodos de análisis de los carotenoides [J]. Trac Trends in Analytical Chemistry,2014:49-73 (en inglés).

[21]Granado F,Olmedilla B,Gil -martínez E,et  Al. A Rápido, fiable and   Bajo costo  saponificación  Protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo protocolo for  análisis de carotenoids in Verduras [J]. revista of  Food  Composición y Analysis,2001,14 (5) : 479-489 (11).

[22]Kang CD,Sim SJ. Extracción selectiva of  libre Astaxantina from Haematococcus   cultura  usando  a   En tandem  orgánico Sistema solvente [J]. Biotechnology Progress,2007,23 (4) : 866-871.

[23]Kang CD,Sim SJ. directo Extracción de extracción of  astaxantina  desde Cultivo de Haematococcus con aceites vegetales [J]. biotecnología 2008,30(3) : 441-444.

[24]Baharin B. los demás RA,Che hombre YB,et El efecto El caroteno Extracción de extracción sistema on  crucrucru La palma de la palma El petróleo Calidad, composición del caroteny estabilidad del carotendurante el almacenamiento. J Am Oil Chem Soc,2001,78 (8) : 851-855.

[25]Santoyo S, rodríguez-meizoso I,Cifuentes A,et Al. Procesos verdes basados en la extracción con fluidos presurizados para obtener potente Agentes antimicrobianos from  Haematococcus  pluvialis  Microalgas [J].  Lwt   Food    ciencia  and   Tecnología,2009,42  (7) : 1213-1218.

[26]Gong J,Xu L,Yang Y,et Al. Secuencial en Extracción de extracción De alquilfenoles  from    Sedimentos: ocurr   and   Repercusiones medioambientales [J]. J Hazard Mater,2011,192 (2) : 643-650.

[27]Castro Puyana M,Herrero M,Urreta I,et al. Optimización de Métodos de extracción limpios para aislar carotenoides de la microalga Neochloris        oleoabund       and        posteriormente        chemical  Caracterización caracterización caracterización   usando   Líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido líquido   cromatocromatocromatografía    En tandem   masa Espectrometría.[J]. Analítico analítico and  bioanalítica Química,2013, 405 (13) : 4607-4616.

[28]Jaime L, rodrímeizoso I,Cifuentes A,et al Líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos líquidos as   an   alternativa  proceso  to  antioxidante carotenoids  ' Extracción de Haematococcus pluvialis microalgas [J]. Alimentos Lwt Ciencia y tecnología,2010,43:105-112.

[29]Cha KH,Lee HJ,Song YK,et al. Optimización de líquido presurizado Extracción de extracción of  carotenoids  Y clorofilas de Chlorella vulgaris.[J]. J Agric Food Chem,2010,58 (2) : 793-797.

[30]Kitada K,Machmudah S,Sasaki M,et  Supercrítico (supercrítico) CO2 Extracción de componentes de pigmentos con importancia farmacéutica de Clorella vulgaris[J]. revista De la tecnología química And Biotechnology,2009,84 (5) : 657-661.

[31]Liau BC,Shen CT,Liang FP,et Supercrítico (supercrítico) Extracción de fluidos and   Anti - solvente  Purificación purificación  of   carotenoids   A partir de microalgas y la bioactividad asociada [J]. Journal of Supercritical Fluids,2010,55 (1) : 169-175.

[32] HUANG Xing-Xin, QIU Tai-Qiu. Eco-enhanced subcritical CO2 extraction of lutelin from Chlorella vulgaris[J] (en inglés). Ciencia y tecnología de la industria alimentaria,2010,31 (04) : 212-215.

[33]Hejazi MA,Holwerda E,Wijffels  RH. orde Microalga Dunaliella salina  for   beta-caroteno producción in  Dos bireactores de fase.[J]. Biotecnología y bioingeniería,2004,85 (5) : 475-481.

[34]Kleinegris DM,van Es MA,Janssen M,et al.fase toxicidad del dodecano on   the  microalga  Dunaliella  Salina [J]. revista Of Applied Phycology,2011,23 (6) : 949-958.

[35] Kleinegris   DM,Janssen  M, Brandeburgo  WA,et Al. Producción continua de carotenoides a partir de Dunaliella salina[J]. Enzima Microb tecnol,2011,48 (3) : 253-259.

[36]Cisneros M,Benavides J,Brenes  CH,et Al. Recuperación in aqueous Dos fases sistemas of  luteína  producción  by  the  Microalga verde Chlorella  Protothecoides [J]. J  cromatogr B Analyt Technol Biomed Life Sci,2004,807 (1) : 105-110.